Insertion cotraductionnelle des protéines membranaires 813749 25850609 2008-02-06T21:54:56Z LPLT 181659 lien internes L''''insertion cotraductionnelle des [[Protéine membranaire|protéines membranaires]]''' permet l'insertion d'une protéine dans une [[Membrane (biologie)|membrane]] au cours de sa [[Traduction (biologie)|traduction]]. Ce processus permet uniquement à la formation de [[Protéine membranaire|protéines à hélices α transmembranaires]]. L'insertion membranaire des [[Protéine membranaire|protéines monotopiques]] ou des [[Protéine membranaire|protéines à tonneau β transmembranaire]] se fait par des mécanismes post-traductionnels, de même que pour certaines protéines à hélices α transmembranaires. == Insertion cotraductionnelle des protéines membranaires de type I == === Étape 1 === [[Image:Cotranslational_membrane_insertion_type1_step1.png|250px|right|thumb|'''Étape 1.''' Reconnaissance du peptide signal]] L'insertion cotraductionnelle se déroule à proximité de la membrane du [[Réticulum endoplasmique|Réticulum Endoplasmique]] (RE) chez les [[eucaryote]]s (de la membrane plasmique chez les [[procaryote]]s). La traduction des '''protéines membranaires de type I''' commence dans le [[cytosol]] par une séquence N-terminale particulière appelée '''Peptide Signal''' (PS). Le PS est reconnu par SRP (Signal Recognition Particule) dès sa sortie du [[ribosome]]. SRP se fixe au PS et au ribosome ralentissant, voire stoppant, la traduction. <br style="clear:both;"/> === Étape 2 === [[Image:Cotranslational_membrane_insertion_type1_step2.png|250px|right|thumb|'''Étape 2.''' Adressage au translocon]] Une fois le PS reconnu, la protéine est adressée à la membrane. Chez les mammifères, SRP est reconnue par SR (SRP Receptor), un récepteur membranaire du réticulum. L'interaction SRP-SR est régulée par le [[Guanosine triphosphate|GTP]]. La fixation de GTP sur SRP54 permet la dissociation de SRP et du PS<ref name="Miller et al. (1993)">{{en}} Miller JD, Wilhelm H, Gierasch L, Gilmore R, Walter P. (1993) GTP binding and hydrolysis by the signal recognition particle during initiation of protein translocation, ''[[Nature (journal)|Nature]]'', '''vol. 366''':351-354 pp.</ref>. La fixation d'un GTP sur la sous-unité SRα stabilise l'ancrage SRP-SR. La déstabilisation du complexe SRP-PS est compensée par l'ancrage du ribosome au complexe de translocation, ou '''translocon'''. <br style="clear:both;"/> === Étape 3 === [[Image:Cotranslational_membrane_insertion_type1_step3.png|250px|right|thumb|'''Étape 3.''' Translocation dans la lumière du réticulum endoplasmique]] Le transfert à travers la membrane du RE commence. Dans un premier temps, le peptide signal est reconnu par le translocon et commence à pénétrer dans le canal <ref name="Mothes et al. (1998)">{{en}}Mothes W, Jungnickel B, Brunner J, Rapoport TA. (1998) Signal sequence recognition in cotranslational translocation by protein components of the endoplasmic reticulum membrane, ''[[Journal of Cell Biology|J. Cell Biol.]]'', '''vol. 142''':355-364 pp.</ref>. Le complexe SRP-SR se dissocie du ribosome. SRP se dissocie de SR après hydrolyse du GTP en GDP et devient à nouveau opérationnel. Le ribosome n’est plus bloqué et reprend la traduction de l'[[ARNm]]. Le peptide en cours de synthèse se retrouve directement orienté vers le canal du translocon. <br style="clear:both;"/> === Étape 4 === [[Image:Cotranslational_membrane_insertion_type1_step4.png|250px|right|thumb|'''Étape 4.''' Le peptide signal sort du canal du translocon]] À ce stade, le ribosome est fortement lié au translocon. Le peptide signal se retrouve en contact avec le translocon et TRAM (Translocating Chain Associating Membrane protein), une glycoprotéine satellite du complexe de translocation. TRAM n'est pas systématiquement requise lors de la translocation. Elle semble tout de même souvent nécessaire à l'insertion des protéines membranaires. Le contact entre le PS et TRAM est possible grâce à une ouverture du canal formé par Sec61 sur la périphérie du translocon. <br style="clear:both;"/> === Étape 5 === [[Image:Cotranslational_membrane_insertion_type1_step5.png|250px|right|thumb|'''Étape 5.''' Arrêt de la translocation par une séquence d'arrêt de transfert]] La synthèse du polypeptide continue. Il est transféré à travers la membrane au fur et à mesure de son élongation jusqu'à la synthèse d'une séquence hydrophobe particulière qui bloque le transfert du polypeptide. Cette séquence est appelée '''Signal d'Arrêt de Transfert''' (SAT). Le SAT est composé d'une vingtaine de résidus hydrophobes. Grâce à son hydrophobie il suit le même chemin que le peptide signal et se retrouve en périphérie du complexe de translocation, probablement en contact avec TRAM<ref name="mothes et al. (1997)">{{en}} Mothes W, Heinrich SU, Graf R, Nilsson I, von Heijne G, Brunner J, Rapoport TA (1997) Molecular mechanism of membraneprotein integration into the endoplasmic reticulum, ''[[Cell (revue scientifique)|Cell]]'', '''vol. 89(4)''':523-533 pp.</ref><sup>,</sup><ref name="Do et al. (1996)">{{en}}Do H, Falcone D, Lin J,Andrews DW, Johnson AE. (1996) The cotranslational integration of membrane proteins into the phospholipid bilayer is a multistep process, ''[[Cell (revue scientifique)|Cell]]'', '''vol. 85''':369-378 pp.</ref>. Cette translation est possible grâce à une ouverture latérale du translocon. Dans un même temps, le PS est clivé dès que le site de clivage est accessible à la Signal Peptidase (SPase). Le site de clivage est situé en C-terminal du PS. Le PS clivé est ensuite dégradé. On retrouve ses reliquats dans le cytosol. Pendant ce temps, la traduction continue. Le ribosome est toujours lié au translocon, mais la partie C-terminale en cours de synthèse n'est plus transférée à travers le translocon<ref name="Heinrich et al. (2000)">{{en}} Heinrich SU, Mothes W, Brunner J, Rapoport TA. (2000) The Sec61p complex mediates the integration of a membrane protein by allowing lipid partitioning of the transmembrane domain, ''[[Cell (revue scientifique)|Cell]]'', '''vol. 102''':233-244 pp.</ref>. <br style="clear:both;"/> === Étape 6 === [[Image:Cotranslational_membrane_insertion_type1_step6.png|250px|right|thumb|'''Étape 6.''' Fin de la traduction et sortie du translocon]] La traduction de la protéine membranaire de type I est achevée. La protéine a directement été insérée avec la bonne [[Protéine membranaire|topologie membranaire]], c’est-à-dire avec une partie N-terminal extra-cytosolique et une partie C-terminale intracytosolique. Cette insertion a emprunté la voie d'exportation des protéines sécrétées dans le milieu extérieure. Elle a nécessité en plus une séquence hydrophobe, la SAT, permettant l'insertion de la protéine dans le milieu membranaire. La SAT constitue donc l'ancrage membranaire de la protéine. L'insertion cotraductionnelle peut finalement être considérée comme un transfert partiel. Mais il faut savoir que le translocon possède d'autres capacités. Il peut, par exemple, fonctionner dans le sens inverse et renvoyer des protéines en cours de transfert vers le cytosol. On parle alors de retrotranslocation<ref name="Johnson et Haigh (2000)">Johnson AE, Haigh NG. (2000) The ER translocon and retrotranslocation: is the shift into reverse manual or automatic?, ''[[Cell (revue scientifique)|Cell]]'', '''vol. 102''':709-712 pp.</ref>. La translocation cotraductionnelle est donc un mécanisme très souple et sans doute très finement régulé par la cellule. <br style="clear:both;"/> == Insertion cotraductionnelle des protéines membranaires de type II et III == === Peptide signal de type II et III === [[Image:Cotranslational_membrane_insertion_type2and3_step1.png|250px|right|thumb|'''Étape 1.''' Reconnaissance du peptide signal]] [[Image:Cotranslational_membrane_insertion_type2and3_step2.png|250px|right|thumb|'''Étape 2.''' Transfert à travers le translocon]] L'insertion cotraductionelle des protéines membranaires de type II et III utilise également le complexe de translocation. C'est le peptide signal qui est différent car il est responsable à la fois de l'adressage au translocon et de l'ancrage membranaire. Ce Peptide Signal ne possède pas de site de clivage comme dans les cas des protéines de type I. Il est généralement plus long (de 18 à 25 résidus essentiellement apolaires) puisqu'il doit être suffisamment long pour former une hélice transmembranaire<ref name="Goder et Spiess (2001)">{{en}} Goder, V., Spiess, M. (2001) Topogenesis of membrane proteins: determinants and dynamics, ''[[FEBS Lett.]]'', '''vol. 504''':87-93 pp.</ref>. De plus, le peptide signal des protéines membranaires de type II et III est positionné à l'intérieur de la séquence plutôt qu'à l'extrémité N-terminale. On parle également de '''Signal d'Ancrage''' pour désigner le Peptide Signal des protéines de type II et III. Mais quelle est la différence entre les protéines membranaires de type II et de type III ? En fait, le signal d'ancrage de type II induit une translocation C-terminale, comme dans le cas du peptide signal de type I. En revanche, le signal d'ancrage de type III induit une translocation N-terminale. On parle alors de signal d'ancrage reverse. <br style="clear:both;"/> === Déterminants de l'orientation du signal d'ancrage === ==== Règle du positif à l'intérieur ==== [[Image:Positive_inside_rule.png|250px|right|thumb|'''La règle du positif à l'intérieur''']] Le déterminant le mieux connu de l'orientation du Signal d'Ancrage est la distribution des charges à proximité immédiate du cœur hydrophobe du signal. C'est la règle du ''positive inside'' (positif à l'intérieur). Autrement dit, les résidus basiques sont statistiquement quatre fois plus abondants du côté cytoplasmique que du côté périplasmique chez les bactéries<ref name="von Heijne (1986)">{{en}} von Heijne, G. (1986) Net N-C charge imbalance may be important for signal sequence function in bacteria, ''J. Mol. Biol.'', '''vol. 192''':287-290 pp.</ref>. La corrélation inverse existe aussi pour les résidus acides (plus de résidus acides dans les segments périsplasmiques), bien que moins marquée. La règle du « positive-inside » se vérifie aussi avec les protéines membranaire du Réticulum Endoplasmique, du chloroplaste et de la mitochondrie<ref name="von Heijne (1992)">{{en}} von Heijne, G. (1992) Membrane protein structure prediction. Hydrophobicity analysis and the positive-inside rule, ''J. Mol. Biol.'', '''vol. 225''':487-494 pp.</ref><sup>,</sup><ref name="Wallin et von Heijne (1998)">{{en}} Wallin, E., von Heijne, G. (1998) Genome-wide analysis of integral membrane proteins from eubacterial, archaean, and eukaryotic organisms, ''Protein Sci.'', '''vol. 7''':1029-1038 pp.</ref>. Dans le cas de l'insertion cotraductionnelle, c'est plutôt la différence de charge de part et d'autre du cœur hydrophobe qui guide l'orientation de l'insertion. C'est le côté le plus positif qui est généralement cytoplasmique<ref name="Hartmann et al. (1989)">{{en}} Hartmann, E., Rapoport, T.A., Lodish, H.F. (1989) Predicting the orientation of eukaryotic membrane-spanning proteins, ''[[PNAS|Proc. Natl. Acad. Sci. USA]]'', '''vol. 86''':5786-5790 pp.</ref>. Il est donc possible l'orientation du signal en modifiant Ses charges flanquantes<ref name="Parks et Lamb (1993)">{{en}} Parks GD, Lamb RA. (1993) Role of NH2-terminal positively charged residues in establishing membrane protein topology, ''[[JBC|J. Biol. Chem.]]'', '''vol. 268''':19101-19109 pp.</ref><sup>,</sup><ref name="Rutz et al. (1999)">{{en}} Rutz, C., Rosenthal W., Schulein, R. (1999) A single negatively charged residue affects the orientation of a membrane protein in the inner membrane of Escherichia coli only when it is located adjacent to a transmembrane domain., ''[[JBC|J. Biol. Chem.]]'', '''vol. 274''':33757-33763.</ref>. Mais il faut bien noter que le changement d'orientation ne touche le plus souvent qu'une partie des protéines produites. Cela signifie tout simplement que la distribution des charges n'est pas le seul déterminant de la topologie membranaire. positive inside rule Quels sont les facteurs responsables de la règle du « positive inside » ? La réponse n'est pas encore clairement établie à l'heure actuelle. Il est certain que les phospholipides ont une influence importante sur la translocation mais il est difficile de connaître sont rôle exact dans l'orientation des peptides lors de la translocation. Il a été démontré que les phospholipides anioniques pouvaient retenir les charges positives des peptides signaux procaryotes et empêcher leur translocation, suggérant une interaction peptide-lipide directe<ref name="van Klompenburg et al. (1998)">{{en}} van Klompenburg W, Nilsson I, von Heijne G, de Kruijff B. (1998) Anionic phospholipids are determinants of membrane protein topology, ''[[EMBO Journal|EMBO J.]]'', '''vol. 16''':4261-4266.</ref>. Des facteurs protéines interviennent probablement aussi. Récemment, il a été démontré que Sec61p (chez ''[[Saccharomyces cerevisiae]]'') contribuait à l'orientation du peptide signal probablement par des interactions de type électrostatique<ref name="Goder et al. (2003)">{{en}} Goder, V., Junne, T., Spiess, M. (2003) Sec61p contributes to signal sequence orientation according to the positive-inside rule, ''[[Mol. Biol. Cell.]]'', '''vol. 15''':1470-1478 pp.</ref>. Il semble que les charges positives puissent directement avec les phospholipides chargés négativement dans le cas des procaryotes<ref name="van Klompenburg et al. (1998)"/>. <br style="clear:both;"/> ==== Hydrophobie du signal ==== [[Image:Signal_peptide_hydrophoby.png|250px|right|thumb|'''Hydrophobie du peptide signal''']] De manière générale, plus le signal d'ancrage est hydrophobe, plus la translocation est N-terminale, ''i.e.'' l'insertion est de type III<ref name="Goder et Spiess (2003)">{{en}} Goder, V., Spiess, M. (2003) Molecular mechanism of signal sequence orientation in the endoplasmic reticulum, ''[[EMBO Journal|EMBO J.]]'', '''vol. 22''':3645-3653 pp.</ref>. Un signal d'ancrage suffisamment hydrophobe peut même outrepasser la règle du « positive inside »<ref name="Rosch et al. (2000)">{{en}} Rosch, K., Naeher, D., Laird, V., Goder, V., Spiess, M. (2000) The topogenic contribution of uncharged amino acids on signal sequence orientation in the endoplasmic reticulum, ''[[JBC|J. Biol. Chem.]]'', '''vol. 275''':14916-14922 pp.</ref>. Comment l'hydrophobie du signal intervient dans la topologie membranaire ? Il a été proposé que ce soit un gradient apolaire, plutôt qu'une hydrophobie globale, qui intervienne dans l'orientation du signal<ref name="Harley et al. (1998)">{{en}} Harley, C.A., Holt, J.A., Turner, R., Tipper, D.J. (1998) Transmembrane protein insertion orientation in yeast depends on the charge difference across transmembrane segments, their total hydrophobicity, and its distribution, ''[[JBC|J. Biol. Chem.]]'', '''vol. 273''':24963-24971 pp.</ref>. Apparemment, un signal plus hydrophobe sur la fin est plus efficacement transloqué. Cela peut suggérer l'existence d'un site d'ancrage du signal dans le translocon plus hydrophobe du côté extracytoplasmique<ref name="Goder et Spiess (2003)"/>. <br style="clear:both;"/> ==== Repliement du domaine N-terminal ==== Dans le cas des protéines de type II et III, un segment N-terminal est généralement synthétisé avant le peptide signal. Le repliement d'un domaine N-terminal peut donc interférer avec la translocation à travers le translocon et favoriser la rétention de la partie N-terminale dans le cytosol<ref name="Denzer et al. (1995)">{{en}} Denzer, A.J., Nabholz, C.E., Spiess M. (1995) Transmembrane orientation of signal-anchor proteins is affected by the folding state but not the size of the N-terminal domain, ''[[EMBO Journal|EMBO J.]]'', '''vol. 14'':6311-6317 pp.</ref>. Ainsi, beaucoup de protéines de type III n'ont pas réellement de domaine structural en N-terminal afin de faciliter la translocation. Dans les autres cas, il est possible que des chaperons interviennent pour empêcher un repliement stable. == Références == <div class="references-small" style="-moz-column-count:2; column-count:2"><references /></div> {{Portail Biologie cellulaire et moléculaire}} [[Catégorie:Protéine intégrale de membrane]]